El PRRS es una enfermedad que no necesita presentación ni introducción. Comporta graves daños económicos en las granjas que sufren síntomas (promedia pérdidas estimadas de 126€ por cerda durante la infección y entre 3 y 160€ después de la infección [Nieuwenhujs et al., 2012]), es ubicuo y muy transmisible entre cerdos. Se estima que el PRRS está presente en más del 70% de las granjas de madres en Europa [de Paz et al., 2015].
En España, los centros de inseminación suelen ser negativos a PRRS. Este es el único estatus sanitario admisible en AIM Ibérica. En general, las medidas de bioseguridad internas son imprescindibles para mantener las explotaciones libres o estables a PRRS. Sin embargo, hay una serie de amenazas externas que las granjas deben observar para disminuir su propio riesgo. El mayor riesgo de entrada de PRRS en una explotación es la entrada de animales, seguido del contacto con material contaminado (camiones [Dee et al., 2004], reparaciones, mantenimiento…) y en tercer lugar por difusión aerógena [Dee et al., 2009], incluyendo insectos como vectores mecánicos [Otake et al., 2002].
El virus PRRS es transmisible por semen [Pileri & Mateu, 2016]. Sin embargo, la dosis vírica necesaria (ID50) para provocar infección venérea (ID50=103.3- 104) es mayor que por otras vías como la parenteral (ID50=102.2) y además la cantidad de virus presente en semen es relativamente baja. Esto hace que, incluso usando eyaculados positivos, la transmisión no siempre se produzca. Además, durante la preparación de las dosis seminales, el eyaculado se diluye de forma variable dependiendo del número de dosis que ofrezca. Es evidente que, a mayor dilución, menor carga potencial neta de virus encontraremos por dosis. No obstante, la infección venérea es posible, y se ha demostrado sobradamente. La carga vírica de PRRS en semen en la fase aguda de la enfermedad es de 104-105 copias/mL [Han et al, 2011; Park et al., 2017]. La equivalencia con el valor TCID50 (que representa la dosis infectiva media en tejido cultivado estándar) no es fácil de establecer, pero podemos asumir que el valor TCID50 es del orden de 102 veces menor que la escala de copias/mL, con lo cual en fase aguda el valor TCID50 en semen es de 102-103 TCID50/mL ([Benfield et al., 2000] la situó en 103.3). Ese valor supone el mínimo de infectividad que podrían causar transmisión en semen. Como referencia, la dosis infectiva TCID50 en aerosol, por ejemplo, es de 2x102 copias/mL.
En el centro de inseminación, la clínica del virus PRRS no es siempre evidente. Puede incluir fiebre, anorexia, letargia, pérdida de libido y empeoramiento de la calidad seminal [Prieto & Castro, 2005], pero no siempre se observan síntomas [Swenson et al., 1994], lo cual dificulta un rápido diagnóstico. Independientemente de los síntomas, la excreción del virus en semen es discontinua y su duración es muy variable (entre 6 semanas y hasta 3 meses). Esta excreción intermitente del virus en el eyaculado hace que un diagnóstico negativo en semen sólo nos permita asegurar la ausencia del virus en ese eyaculado, y no podamos predecir la presencia del virus en los siguientes eyaculados.
Un verraco recién infectado tardará 4-5 días en generar anticuerpos IgM y más de 7 días en generar anticuerpos IgG. Sin embargo, el virus puede estar presente ya en semen desde el día 3 post-infección [Nielsen et al., 1997; Swenson et al., 1994], y en sangre pocas horas tras la infección [Rossow et al., 1995]. No obstante, es importante el hecho de que el virus PRRS se ha detectado de forma intermitente durante mucho tiempo (hasta 101 días post-infección) en semen [Christopher-Hennings et al., 2010], y se ha aislado en las glándulas sexuales accesorias independientemente de la carga viral en sangre, lo cual indica que la viremia no es un indicador predictor adecuado para determinar el riesgo potencial transmisor de un verraco [Christopher-Hennings et al., 1995a].
Los centros de inseminación artificial alojan verracos de muchos orígenes y genéticas. Los centros de inseminación de AIM Ibérica son negativos a PRRS, y ese es el único objetivo admisible, aunque con la cantidad de movimientos y orígenes anuales, supone un reto. Por ejemplo, la renovación anual supera el 70% (llega a superar el 150%), y las distancias recorridas por cada lote de machos puede ser muy grande, viniendo animales incluso de otros continentes. Además, el virus PRRS es capaz de acantonarse en tonsilas incluso cuando la viremia ya ha concluido [Dong et al., 2017], lo cual hace factible que un verraco joven recién llegado pueda ser portador asintomático negativo a ELISA y PCR. Todo esto hace que independientemente de la bioseguridad interna y la presión de análisis y control durante la entrada y adaptación, el riesgo de infección asintomática por PRRS en los centros de inseminación sea real. Además, no existen vacunas marcadas en el mercado que permitan distinguir los anticuerpos vacunales de los no vacunales, con lo cual no podemos usar la vacunación como prevención general en centros de inseminación negativos, porque no podríamos verificar la ausencia de recirculaciones víricas reales.
Con lo expuesto arriba, podemos concluir que si realizamos muestreos regulares intensivos (por ejemplo, a una parte significativa de la población de forma semanal) en sangre, seremos capaces de realizar un diagnóstico rápido del PRRS en nuestros centros, pero no podremos garantizar que las dosis servidas desde el anterior chequeo han sido todas inocuas.
Entre las distintas técnicas de diagnóstico, la técnica de la reacción en cadena de la polimerasa a tiempo real (q-PCR) es la más adecuada, pues capaz de identificar el virus en muestras de semen [Christopher-Hennings et al., 2006] de forma muy rápida y sensible desde pocas horas después de la infección [Christopher-Hennings et al., 1995b]. La cantidad de copias de RNA que la técnica aplicada en AIM Ibérica es capaz de detectar en semen es de 1-10 copias/mL, lo cual es suficiente como para garantizar la seguridad de un eyaculado.
La cantidad de virus PRRS en sangre es mayor, y su detección es más rápida y sencilla (porque la extracción de RNA en sangre es más fácil), motivo por el cual el análisis en sangre de un muestreo regular sería la elección, aunque, ya que un mismo animal no puede sufrir extracciones de sangre en cada salto por bienestar e higiene, el tamaño de muestra debe ser limitado. Por otra parte, el análisis de fluido oral usando cuerdas para tomar la muestra es menos invasivo y favorece el bienestar animal. No obstante, esta técnica resulta ineficiente en los centros de inseminación porque (1) es difícil conseguir y asegurar que un individuo mastique una cuerda, pues la técnica fue pensada para grupos [Revisado por Henao-Díaz et al., 2020], y (2) la capacidad de detección temprana con este sistema es muy baja [Pepin et al., 2015]. Por eso, un centro de inseminación no podría garantizar que todos sus eyaculados han sido producidos libres de PRRS mediante el análisis de sangre o el empleo de cuerdas.
El muestreo semanal intensivo en sangre mediante qPCR es una herramienta útil que se aplica paralelamente al control exhaustivo por qPCR de todos los eyaculado, porque a falta de una técnica sensible, sencilla, confiable, específica y no invasiva que se pueda realizar en cada recogida seminal, la vigilancia de cada eyaculado producido es la mejor solución para garantizar que si, a pesar de todas las medidas de control y bioseguridad aplicadas en los centros de inseminación, sucede una infección, ésta no llegará a las granjas.
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